BMC Medicine volumen 20, Número de artículo: 429 (2022) Citar este artículoLa enfermedad del hígado graso no alcohólico (NAFLD, por sus siglas en inglés) puede conducir a una disfunción pulmonar asociada con la inflamación pulmonar.Además, se sabe poco sobre el papel terapéutico del entrenamiento físico en la fisiopatología pulmonar en NAFLD.El presente estudio tuvo como objetivo investigar el efecto del entrenamiento físico en la disfunción pulmonar inducida por alto contenido de grasas y carbohidratos (HFHC) en ratones C57BL/6.Se alimentó a ratones C57BL/6 macho (N = 40) con una dieta Chow estándar (n = 20) o HFHC (n = 20) durante 15 semanas.Después de 8 semanas de tratamiento dietético, se les asignó a 4 subgrupos durante las 7 semanas restantes: Chow (n = 10), Chow más ejercicio (Chow+EX, n = 10), HFHC (n = 10) o HFHC más ejercicio (HFHC+EX, n = 10).Tanto los ratones Chow+EX como los HFHC+EX fueron sometidos a carrera en cinta rodante.La exposición crónica a la dieta HFHC resultó en obesidad con esteatosis hepática, intolerancia a la glucosa y enzimas hepáticas elevadas.El HFHC aumentó significativamente el área fibrótica (p < 0,001), aumentó la expresión de ARNm de TNF-α (4,1 veces, p < 0,001), IL-1β (5,0 veces, p < 0,001), col1a1 (8,1 veces, p < 0,001) y Timp1 (6,0 veces, p < 0,001) en el tejido pulmonar.Además, la HFHC alteró significativamente la función mitocondrial (p < 0,05) junto con la disminución de los niveles de proteína Mfn1 (1,8 veces, p < 0,01) y el aumento de los niveles de proteína Fis1 (1,9 veces, p < 0,001).Sin embargo, el entrenamiento con ejercicios aeróbicos atenuó significativamente estas fisiopatologías en los pulmones en términos de mejorar los efectos inflamatorios y fibrogénicos al mejorar la función mitocondrial en el tejido pulmonar (p < 0,001).Los hallazgos actuales sugieren que el entrenamiento físico tiene un efecto beneficioso contra las anomalías pulmonares en la NAFLD inducida por HFHC a través de una función mitocondrial mejorada.La enfermedad del hígado graso no alcohólico (NAFLD, por sus siglas en inglés) se refiere a la acumulación anormal de grasa en el hígado que no está asociada con el consumo excesivo de alcohol.La prevalencia de NAFLD está aumentando gradualmente, con aproximadamente 75 a 100 millones de personas afectadas por esta enfermedad en los EE. UU. en 2015 [1].Aunque inicialmente comienza como un hígado graso asintomático, la NAFLD puede progresar a enfermedades más graves, como la esteatohepatitis no alcohólica (EHNA), la cirrosis y el carcinoma hepatocelular, con una tasa de mortalidad del 30% al 40% [2].Además, NAFLD parece tener varias conexiones patogénicas con la enfermedad pulmonar [3].Varios estudios epidemiológicos han informado que NAFLD está asociado con deficiencias en la función pulmonar.Estos estudios previos informaron que la capacidad vital forzada (FVC) y el volumen espiratorio forzado en 1 segundo (FEV1) se redujeron significativamente en la esteatosis hepática en relación con el control no esteatósico y, además, la FVC y el FEV1 estaban inversamente relacionados con la gravedad de la esteatosis hepática. 4, 5].Además, NAFLD se asoció con enfermedad pulmonar obstructiva crónica [6, 7], apnea obstructiva del sueño [6] y, en casos más graves, síndrome hepatopulmonar e hipertensión portopulmonar [8].Los mecanismos subyacentes patogénicos postulados son complicados;sin embargo, los estudios preliminares sugieren que la acumulación excesiva de grasa puede provocar inflamación hepática y disfunción mitocondrial debido a la regulación positiva de las citocinas inflamatorias y el estrés oxidativo [9,10,11].Dado que el hígado está conectado en serie con los sistemas portal y pulmonar, los aumentos crónicos de las citocinas inflamatorias, el estrés oxidativo hepático y los metabolitos tóxicos que pasan por alto el hígado pueden influir directa y/o indirectamente en el sistema pulmonar, facilitando una respuesta inflamatoria sistémica en los pulmones [12,13,14].Las mitocondrias tienen un papel fundamental, no solo en la producción de energía sino también en las respuestas inmunitarias innatas.Por lo tanto, la homeostasis mitocondrial es vital para la salud y el destino celular.Además, la función mitocondrial también es un importante modulador del proceso inflamatorio.Se caracteriza comúnmente por una disminución en el sistema de fosforilación oxidativa (OXPHOS) y un aumento en la producción de especies reactivas de oxígeno (ROS), lo que eventualmente puede provocar una progresión inflamatoria [15].En NAFLD, la disfunción mitocondrial está involucrada en el proceso inflamatorio hepático y parece estar significativamente asociada con la progresión de la enfermedad [16, 17].Además, una disminución de la función mitocondrial está relacionada con diversos tipos de enfermedad pulmonar, incluida la fibrosis quística, la enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC) y la hipertensión arterial pulmonar, que se pueden observar en NAFLD [18].Sin embargo, se sabe poco sobre la inflamación pulmonar y la función mitocondrial en NAFLD.La NAFLD generalmente es causada por la resistencia a la insulina y el síndrome metabólico relacionado con una dieta desequilibrada, inactividad física, obesidad e hipertensión [19, 20].En consecuencia, a menudo se recomienda el ejercicio como una estrategia no farmacológica para aliviar los factores de riesgo del síndrome metabólico [21, 22].El ejercicio no solo puede regular a la baja las citocinas inflamatorias, sino que también promueve la biogénesis mitocondrial y mejora la dinámica morfológica y la tasa de renovación a través de la biogénesis y la mitofagia [23, 24].Recientemente, descubrimos que el ejercicio podía reducir la resistencia a la insulina [25] y reducir la acumulación de grasa hepática y los niveles de inflamación en NAFLD [26].Para ampliar estos hallazgos, el presente estudio evaluó la inflamación, la formación histológica y la función mitocondrial del tejido pulmonar en un modelo animal de NAFLD inducido por alto contenido de grasas y carbohidratos (HFHC) y examinó si 7 semanas de entrenamiento físico podrían mejorar esas variables.Cuarenta ratones C57BL/6 macho de 8 semanas de edad se adquirieron de ORIENT BIO Inc. (Seongnam, República de Corea).Los ratones se dividieron aleatoriamente en el grupo de dieta estándar (Chow, n = 20) o el grupo de dieta rica en grasas y carbohidratos (HFHC, n = 20) (Fig. 1A).El grupo de dieta Chow recibió una dieta de control (Purina Mills, Seúl, República de Corea) que constaba de 10 % de grasa (en kcal), 70 % de carbohidratos (en kcal) y 20 % de proteína (en kcal).El grupo de dieta HFHC recibió una dieta rica en grasas y carbohidratos (D12331, Research Diet, NJ, EE. UU.) que constaba de 58 % de grasa (en kcal), 25 % de carbohidratos (en kcal) y 17 % de proteína (en kcal) con agua potable mezclada con 42 g/L de carbohidratos en una proporción alta en fructosa (Junsei, Japón, CAS 57-48-7) y sacarosa (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, S1888, CAS 57-50-1 ).La carrera en cinta rodante mejoró el estado metabólico en ratones C57BL/6 inducidos por HFHC.Un diseño de estudio.B Peso corporal al final del período experimental (n = 8–10 por grupo).C, D Prueba de tolerancia a la glucosa (GTT) y valores correspondientes del área bajo la curva (AUC) (n = 8–10 por grupo).Los datos se presentan como media ± DE. Los análisis estadísticos se realizaron mediante ANOVA de dos vías.Se realizaron pruebas t post hoc para comparar las diferencias entre los 2 grupos, si fue necesarioLos ratones se alojaron bajo luz controlada (ciclo de luz-oscuridad de 12:12 h a partir de las 8:00 a. m.), humedad (50 ± 5 %) y temperatura (20 ± 1 °C) con libre acceso a alimentos y agua ad libitum. .Este estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Sungkyunkwan (IACUC).Todos los procedimientos y el cuidado de los animales se realizaron con protocolos animales aprobados de acuerdo con las pautas de IACUC.Se hicieron esfuerzos para minimizar el dolor o la angustia experimentada por los animales de laboratorio.La Figura 1A ilustra el diseño experimental del estudio.Los ratones macho C57BL/6 se dividieron aleatoriamente en el grupo de dieta Chow (n = 20) o en el grupo de dieta HFHC (n = 20) durante 15 semanas.Después de 8 semanas de tratamiento dietético, tanto el grupo de dieta Chow como el grupo de dieta HFHC se asignaron a cuatro grupos durante el período restante de 7 semanas: Chow (n = 10), Chow más ejercicio (Chow+EX, n = 10), HFHC (n = 10), y HFHC más ejercicio (HFHC+EX, n = 10).Los grupos de ejercicio corrieron en una cinta rodante para roedores impulsada por motor (Columbus Instruments, Columbus, OH, EE. UU.) 5 veces por semana durante 7 semanas.Después de 1 semana del período de adaptación al ejercicio, los ratones se ejercitaron en una cinta rodante durante 50 min a una velocidad fija de 14 m/min con una inclinación de 0°.Esta intensidad de ejercicio es el nivel moderado, que es aproximadamente del 60 al 80 % del consumo máximo de oxígeno (VO2max) basado en un porcentaje del índice de VO2max [27, 28].Durante las sesiones de ejercicio, si era necesario, se golpeaban suavemente las colas de los ratones para fomentar el ejercicio y no se administraban descargas eléctricas.Para evitar el efecto agudo del entrenamiento físico, el sacrificio se realizó 48 h después del último entrenamiento físico.El peso corporal se controló semanalmente.Los ratones no fueron excluidos durante el procedimiento.Los ratones se mantuvieron en ayunas durante 16 h y se sometieron a una prueba de tolerancia a la glucosa (GTT) que consistió en la administración de 1,5 g de glucosa/kg de peso corporal mediante inyección intraperitoneal (IP) (Sigma-Aldrich, MO, EE. UU.).El nivel de glucosa en sangre se midió en 0 (glucosa en ayunas), 15, 30, 45, 60 y 120 minutos después de la inyección IP de glucosa de la sangre de la vena de la cola usando un glucómetro (One Touch, Life Scan, NJ, EE. UU.).El área bajo la curva (AUC) del GTT se determinó utilizando un método trapezoidal lineal.Al final del tratamiento (dieta y ejercicio), se recogieron sangre y tejidos de los ratones después de una noche de ayuno.Se recogió sangre de la vena porta hepática justo antes de sacrificar los ratones bajo anestesia con éter dietílico.La sangre se centrifugó a 3000 rpm y 4 °C durante 10 min y se almacenó a -80 °C en un congelador hasta su análisis.El hígado y el lóbulo superior derecho de los tejidos pulmonares se extirparon rápidamente y se congelaron rápidamente en nitrógeno líquido.Para la respiración mitocondrial de O2 y la emisión de H2O2, el análisis se realizó con tejido pulmonar fresco inmediatamente después del sacrificio.Las concentraciones séricas de enzimas hepáticas, incluidas la aspartato transaminasa (AST) y la alanina aminotransferasa (ALT), se determinaron mediante procedimientos estándar con un analizador Beckman DXC800 (Beckman, Brea, CA, EE. UU.).Los tejidos del parénquima del hígado y del pulmón derecho se fijaron en formalina tamponada al 10% (Sigma Aldrich, MO, EE. UU.) durante 24 h y luego se incluyeron en parafina.Los tejidos incrustados se seccionaron en la línea media en rodajas de 5 μm de espesor en un micrótomo (CM3050S, Leica Microsystems, Nussloch, Alemania) y se tiñeron con hematoxilina y eosina (H&E) y tricrómico de Masson para evaluación histológica.Un experto ciego recibió las secciones teñidas y tomó imágenes de ellas con un microscopio óptico Leica DMLS (Leica Microsystems).El porcentaje de tejido pulmonar fibrótico se determinó utilizando el software ImageJ (Institutos Nacionales de Salud, Bethesda, MD, EE. UU.).Los datos se mostraron como media ± DELa gravedad de la EHGNA se evaluó mediante la puntuación NAS, que fue validada por la Red de Investigación Clínica de Esteatohepatitis No Alcohólica [29].La puntuación NAS se calculó como la suma de esteatosis (< 5 % = 0; 5–33 % = 1; 33–66 % = 2; > 66 % = 3), inflamación lobulillar (ninguna = 0; < 2 focos = 1 ; 2–4 focos = 2; > 4 focos = 3), y distensión (ninguno = 0; pocos = 1; prominente = 2).Un NAS < 3 se considera esteatosis simple y un NAS > 5 se considera EHNA.Los lípidos hepáticos se aislaron utilizando el método de Folch et al.[30].El nivel de triglicéridos hepáticos (TG) se midió mediante ensayos enzimáticos en kits comerciales de Wako Chemicals (Richmond, VA, EE. UU.).El ARN total se extrajo de los tejidos utilizando kits de extracción de ARN (Applied Biosystems, Foster City, CA, EE. UU.) de acuerdo con el protocolo del fabricante.La cantidad y calidad del ARN total se determinó utilizando las relaciones de absorbancia a 260/230 y 260/280 a través del espectrofotómetro Nanodrop 2000 (Thermo Scientific, Brookfield, WI, EE. UU.).Cincuenta nanogramos de ARN total se mezclaron con una mezcla maestra utilizando el kit TaqMan® RNA-to-Ct™ 1-Step y se realizó en un sistema en tiempo real ABI prism 7500 (Applied Biosystems).Se usaron sondas TaqMan comerciales marcadas con FAM (Applied Biosystems) para medir el factor de necrosis tumoral-α (TNF-α, Mm00443258_m1), interleucina-1β (IL-1β, Mm Mm00434228_m1), inhibidor de metalopeptidasa TIMP 1 (Timp1, Mm01341361_m1), colágeno cadena alfa 1 tipo I (Col1a1, Mm00801666_g1) y beta-actina (β-actina, Mm02619580_g1).Se utilizó una β-actina como gen de referencia para los pulmones [31, 32].La expresión del gen diana se normalizó frente a la expresión de β-actina.Los niveles de expresión se calcularon usando el método de tiempo de ciclo comparativo.Cada experimento se realizó por triplicado.Los tejidos pulmonares se homogeneizaron con tampón de ensayo (tampón Z con 50 μmol/L de EGTA + 20 mmol/L de creatina) y se transfirieron a una cámara de respirómetro polarográfica de alta resolución usando un Oxygraph-2k;O2k (OROBOROS, Innsbruck, Austria).Se midió el flujo de electrones a través del complejo I (5 mmol/l de glutamato + 2 mmol/l de malato) para comprobar el consumo de oxígeno de fuga.Después de la estabilización, se añadieron 4 mmol/L de difosfato de adenosina (ADP) para medir la capacidad oxidativa, y posteriormente se añadió 10 mmol/L de succinato para el flujo de electrones del complejo II.El nivel de respiración de O2 mitocondrial se normalizó frente al peso del tejido pulmonar.El ensayo basado en Amplex Red se utilizó para medir la emisión de peróxido de hidrógeno (H2O2) de los tejidos pulmonares.El ensayo se midió con un espectrofluorómetro Spex FluoroMax 4 (Horiba Scientific, Edison, NJ) (excitación a 563 nm, emisión a 585 nm) mantenido a 37 °C durante el estado de respiración 4 (10 μg/mL de oligomicina).La oxidación de Amplex Red se monitoreó continuamente usando el siguiente protocolo: 10 μM de Amplex Red, 1 U/mL de peroxidasa de rábano picante y 10 μg/mL de oligomicina y 1 mM de malato + 2 mM de glutamato (sustratos del complejo I), 3 mM de succinato ( sustrato del complejo II) y glicerol-3-fosfato 10 mM (sustrato lipídico).Antes del ensayo, se determinó una curva estándar para la relación entre la fluorescencia de Amplex Red y el H2O2.La tasa de emisión de H2O2 después de eliminar el valor de fondo de cada uno de los valores estándar se calculó a partir de los valores de gradiente de ΔF/min y luego se expresó como pmol min−1 mg−1 de peso de tejido.Los tejidos pulmonares se homogeneizaron con tampón de lisis que constaba de Tris-HCl 50 mM (pH 7,5), NaCl 150 mM, ácido desoxicólico al 0,5 %, Nonidet P40 al 1 %, dodecilsulfato de sodio al 0,1 %, PMSF 1 mM y 100 mg/ml de leupeptina.Los homogeneizados se centrifugaron y se tomó el sobrenadante.Las concentraciones de proteína se verificaron mediante el ensayo de Bradford (Bio-Rad, Hercules, CA, EE. UU.).Se cargaron de 10 a 15 μg de proteínas totales en electroforesis en gel de dodecilsulfato de sodio/poliacrilamida al 7,5–15 %, se transfirieron a membranas de nitrocelulosa y se bloquearon en leche descremada al 5 % en solución salina tamponada con Tris con Tween-20 al 0,1 %.Las membranas se incubaron durante la noche a 4 °C con anticuerpos primarios para β-actina (dilución 1:1000; Bethyl Laboratories, Montgomery, TX, EE. UU.), Mitofusin 1 (dilución 1:300; Mfn1; sc-166644; Santa Cruz Biotechnology, Paso Robles, CA, EE. UU.), Mitofusin2 (dilución 1:300; Mfn2; #9482; Cell Signaling, Danvers, MA, EE. UU.) o Fis1 (dilución 1:300; sc-376447; Santa Cruz Biotechnology) y posteriormente se incuba con anticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa de rábano picante (HRP) a temperatura ambiente durante 1 h.Finalmente, las transferencias se visualizaron con un kit de sustrato HRP quimioluminiscente (Millipore, Billerica, MA, EE. UU.) a través de ChemiDoc (Bio-Rad).Se usó un anticuerpo de β-actina (Bethyl Laboratories) como control interno.La intensidad de las bandas se determinó mediante el software ImageJ (Institutos Nacionales de Salud).Todos los valores se expresan como media ± desviación estándar.Se realizó ANOVA de dos vías para determinar el efecto principal de la dieta (dieta Chow vs. HFHC), el efecto principal del entrenamiento físico (sedentarismo versus ejercicio) y la interacción entre la dieta y el entrenamiento físico.Posteriormente, se realizaron pruebas t post hoc para comparar las diferencias entre los 2 grupos, si era necesario.Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el software SPSS (versión 24.0 para Windows, SPSS, Inc., Chicago, IL, EE. UU.).Los valores de p < 0,05 se consideraron estadísticamente significativos.El presente estudio se informa de acuerdo con las pautas ARRIVE (Suplementación).La figura 1B muestra el peso corporal medio de los 4 grupos experimentales al final del período experimental.Los grupos de dieta HFHC (HFHC, HFHC+Ex) mostraron un peso corporal significativamente mayor en relación con los grupos de dieta Chow (Chow, Chow+Ex) (p < 0,001).Además, los grupos de ejercicio (Chow+Ex, HFHC+Ex) demostraron un peso corporal significativamente menor en relación con los grupos sedentarios (Chow, HFHC) (p < 0,001).Hubo una tendencia de diferencias significativas en el peso corporal entre los grupos (p = 0,071).Para la resistencia a la insulina, los grupos de dieta HFHC (HFHC, HFHC+Ex) mostraron una tolerancia a la glucosa significativamente alterada en relación con los grupos de dieta Chow (Chow, Chow+Ex) (p < 0,001).Además, los grupos de ejercicio (Chow+Ex, HFHC+Ex) demostraron una mayor tolerancia a la glucosa que los grupos sedentarios (Chow, HCHC) (p = 0,001).Hubo una tendencia de diferencias significativas en la tolerancia a la glucosa entre los grupos (Fig. 1C, D, p = 0,064).Para examinar si la HFHC prolongada indujo NAFLD, se realizó la tinción con H&E del tejido hepático.La gravedad de la NAFLD fue evaluada por NAS (Fig. 2A, B).Hubo diferencias significativas en la gravedad de la EHGNA entre los grupos (p = 0,023).El HFHC mostró esteatosis extensa e inflamación lobulillar con balonización (media 5,00 ± 0,29 frente a 0,28 ± 0,48 de HFHC frente a Chow, respectivamente, p < 0,001).Para la acumulación de grasa en el hígado, hubo diferencias significativas en los contenidos de TG entre los grupos (p < 0,001).El HFHC mostró cantidades significativamente mayores de contenido de TG intrahepáticos (media 18,38 ± 1,73 frente a 5,85 ± 0,74 mg/mg de HFHC frente a Chow, respectivamente, p < 0,001) que el Chow (Fig. 2C).Con respecto a los marcadores de daño hepático, hubo diferencias significativas en ALT y AST entre los grupos (p < 0,001).El HFHC mostró niveles séricos significativamente más altos de ALT (media 218,3 ± 24,9 frente a 59,0 ± 8,4 U/L de HFHC frente a Chow, respectivamente, p < 0,001) y AST (media 229,8 ± 35,2 frente a 91,2 ± 7,4 U/L de HFHC vs. Chow, respectivamente, p < 0,001) que el Chow (Fig. 2D, E).Sin embargo, HFHC+EX mostró una gravedad de NAFLD significativamente atenuada (media 3,28 ± 0,95 frente a 5,00 ± 0,29 mg/mg de HFHC+EX frente a HFHC, respectivamente, p < 0,001).Además, el HFHC+EX demostró contenidos de TG intrahepáticos más bajos (media 13,28 ± 2,69 frente a 18,38 ± 1,73 mg/mg de HFHC+EX frente a HFHC, respectivamente, p < 0,001), ALT (media 131,6 ± 40,6 frente a 218,3 ± 24,9 U/L de HFHC+EX frente a HFHC, respectivamente, p < 0,001) y AST (media 179,0 ± 29,7 frente a 229,8 ± 35,2 U/L de HFHC+EX frente a HFHC, respectivamente, p = 0,019) en relación con la HFHC (Fig. 2).Estos resultados demuestran que el entrenamiento físico mejoró la esteatosis hepática y su impacto en la función hepática en un modelo animal de NAFLD inducida por HFHC.La carrera en cinta rodante atenuó la esteatosis hepática y sus marcadores de daño en ratones inducidos por HFHC.Una tinción H&E de hígado representativa (n = 4 por grupo).La barra de escala representa 100 μm.Puntuación B NAS (n = 4 por grupo).C TG de hígado (n = 5 por grupo).D Niveles séricos de ALT y E AST (n = 8–10 por grupo).Los datos se presentan como media ± DE. Los análisis estadísticos se realizaron mediante ANOVA de dos vías.Se realizaron pruebas t post hoc para comparar las diferencias entre los 2 grupos, si fue necesarioLos cambios histológicos en el tejido pulmonar fueron examinados por H&E y tinción tricrómica de Masson.Como se muestra en las Fig. 3A, B, el depósito fibrótico inducido por HFHC aumentó en los pulmones de los ratones alimentados con HFHC (Fig. 3B, p < 0,001).Para confirmar las características histológicas de la acumulación de colágeno, se investigó la expresión de marcadores inflamatorios, incluidos TNF-α e IL-1β, y marcadores de fibrosis, incluidos Col1a1 y Timp1.Hubo diferencias significativas en TNF-α, IL-1β, Col1a1 y Timp1 entre los grupos (p < 0,001).El grupo HFHC demostró niveles de expresión de ARNm relativos significativamente mayores de TNF-α (p < 0,001), IL-1β (p < 0,001), Col1a1 (p < 0,001) y Timp1 (p < 0,001) en tejido pulmonar en comparación con Chow grupo (Fig. 3C, D).Sin embargo, el entrenamiento físico atenuó significativamente la inflamación pulmonar y la fibrosis inducidas por HFHC junto con el alivio de los niveles de expresión de los cambios relacionados con HFHC (Fig. 3B-D, p <0.001).Esto sugiere que el entrenamiento físico tuvo efectos protectores sobre la inflamación pulmonar y la fibrosis observadas en NAFLD inducida por HFHC.La carrera en cinta rodante mejoró el desarrollo de la inflamación pulmonar y el patrón fibrogénico en ratones inducidos con HFHC.A Tinción con H&E pulmonar (panel superior) y tinción con tricrómico de Masson (panel inferior) (n = 4 por grupo).B Porcentaje de área fibrótica (n = 4 por grupo).C Niveles representativos de ARNm de genes implicados en la inflamación (TNF-α, IL-1β) en tejido pulmonar (n = 3–5 por grupo).D Niveles representativos de ARNm de genes implicados en la fibrosis (Col1a1, Timp1) (n = 3–5 por grupo).La expresión génica se cuantificó por triplicado mediante PCR en tiempo real y se normalizó a β-actina.Los datos se presentan como media ± DE. Los análisis estadísticos se realizaron mediante ANOVA de dos vías.Se realizaron pruebas t post hoc para comparar las diferencias entre los 2 grupos, si fue necesarioLa disfunción mitocondrial está fuertemente relacionada con la fisiopatología pulmonar [33].Para obtener información sobre cómo el entrenamiento físico podría afectar la función mitocondrial en las anomalías pulmonares inducidas por HFHC, se analizó la función mitocondrial, incluida la respiración de O2 mitocondrial y la emisión de H2O2 mitocondrial en los tejidos pulmonares (Fig. 4).La respiración de O2 mitocondrial se calculó utilizando el complejo-1 (glutamato + malato, GM, estado 2), ADP (estado 3) y SUCC (complejo-2, estado 3).Una dieta HFHC pareció reducir la respiración mitocondrial de O2 en las etapas GM y ADP (p < 0,001);sin embargo, los grupos de ejercicio (Chow+EX, HFHC+EX) mostraron un nivel significativamente mayor de respiración de O2 mitocondrial que los grupos sedentarios (Chow, HFHC) en las etapas GM, ADP y SUCC (p < 0,001).Además, el nivel de respiración de O2 mitocondrial apareció significativamente diferente en el GM y una tendencia de diferencia significativa en las etapas ADP (p = 0,022 yp = 0,088, respectivamente).El HFHC había disminuido la respiración mitocondrial de O2 en comparación con el Chow en la etapa GM (p = 0,045), mientras que el HFHC+EX tenía una respiración mitocondrial de O2 significativamente mayor que el HFHC en la etapa GM (p = 0,027).Sin embargo, el nivel de respiración de O2 mitocondrial no se vio afectado significativamente por una dieta HFHC en la etapa SUCC (p = 0,730) y no fue diferente entre los grupos (p = 0,696).La carrera en cinta rodante mejoró la disfunción mitocondrial pulmonar en ratones inducidos por HFHC.A Respiración mitocondrial de O2 y B Emisión de H2O2 normalizadas por tejido pulmonar húmedo.n = 5–7 por grupo.Los datos se presentan como media ± DE. Los análisis estadísticos se realizaron mediante ANOVA de dos vías.Se realizaron pruebas t post hoc para comparar las diferencias entre los 2 grupos, si fue necesarioEl nivel de emisión de H2O2 mitocondrial se evaluó mediante el sustrato basal del complejo 1 (glutamato + malato, GM), el sustrato del complejo 2 (GM + succinato, SUCC) y el sustrato lipídico (SUCC + glicerol-3-fosfato, G3P) (Fig. .4C, D).Aunque el nivel de emisión de H2O2 mitocondrial no fue diferente entre los grupos en las etapas GM y G3P (p = 0,414 y p = 0,195, respectivamente), hubo una tendencia de cambios significativos entre los grupos en la etapa SUCC (p = 0,07 ).Además, los grupos de ejercicio (Chow+EX, HFHC+EX) mostraron una disminución de la emisión mitocondrial de H2O2 en relación con los grupos sedentarios (Chow, HFHC) en la etapa SUCC (p < 0,001), lo que sugiere que el entrenamiento físico atenuó el estrés oxidativo (Fig. 4C, D).El mantenimiento de la homeostasis mitocondrial está regulado por un equilibrio de fusión y fisión de estos orgánulos dinámicos [34].Posteriormente, se evaluó la dinámica mitocondrial por el nivel de proteínas de fusión (Mfn1, Mfn2) y proteína de fisión (Fis 1) en el tejido pulmonar.Como se muestra en la Fig. 5, aunque Mfn2 mostró una diferencia no significativa entre los grupos (p = 0,204), el nivel de Mfn 1 mostró una diferencia significativa entre los grupos (p = 0,025).El HFHC exhibió una disminución significativa en el nivel de Mfn1 en relación con el Chow;sin embargo, HFHC+EX mostró un aumento significativo en Mfn1 en comparación con HFHC (p < 0,001).Además, el HFHC había elevado significativamente los niveles de Fis1, una proteína de fisión mitocondrial, que se revirtieron con el entrenamiento físico en el HFHC+EX (p < 0,001, Fig. 5).Estos datos sugieren que el entrenamiento físico parece ser eficaz para restaurar la homeostasis mitocondrial en los pulmones que puede verse alterada por NAFLD inducida por HFHC.Efectos de la carrera en cinta rodante sobre la dinámica mitocondrial pulmonar en ratones inducidos por HFHC.A Representante western blot y B cuantificación densitométrica de Mfn1, Mfn2, Fis1 y proteína β-actina en el tejido pulmonar.n = 4–5 por grupo.Los datos se presentan como media ± DE. Los análisis estadísticos se realizaron mediante ANOVA de dos vías.Se realizaron pruebas t post hoc para comparar las diferencias entre los 2 grupos, si fue necesario.GM, glutamato+malato;G3P, glicerol-3-fosfatoEl presente estudio investigó la inflamación histológica pulmonar y la disfunción mitocondrial en ratones C57BL/6 con NAFLD inducida por HFHC y examinó el impacto del entrenamiento físico en estas variables patológicas y los cambios asociados en los pulmones.Después de 15 semanas de una dieta HFHC, los grupos de dieta HFHC demostraron obesidad, hiperglucemia y alteración de la sensibilidad a la insulina en todo el cuerpo, niveles elevados de enzimas hepáticas y esteatosis hepática.Además, mostraron características histológicas de acumulación de colágeno en el tejido pulmonar, aumento de la inflamación y reducción de la función mitocondrial (respiración de O2, emisión de H2O2) con alteración de la dinámica mitocondrial (Mfn1, Fis1).Sin embargo, 7 semanas de entrenamiento físico pudieron atenuar la esteatosis hepática, reducir la inflamación pulmonar y mejorar la función y la dinámica mitocondrial en ratones con NAFLD inducida por HFHC.El factor de necrosis tumoral-α y la IL-1β son las citoquinas inflamatorias más comunes en la enfermedad pulmonar inflamatoria.En los pulmones, el TNF-α puede surgir de diferentes células, como el endotelio, los macrófagos y las células del músculo liso [35].Aunque el mecanismo subyacente aún no está claro, numerosos estudios han informado que el TNF-α está altamente relacionado con diferentes tipos de enfermedad pulmonar inflamatoria, incluida la fibrosis pulmonar [36], el asma [37] y la enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC) [38].Como tal, el TNF-α tiene un papel significativo de "mediador" en la inflamación pulmonar progresiva.Además, la producción de TNF-α puede aumentar aún más con NAFLD, y un estudio de Viglino et al.reveló que la EPOC con NAFLD mostró un nivel más alto de TNF-α en relación con la EPOC sin enfermedad hepática [39].El presente estudio reveló que 15 semanas de dieta HFHC dieron como resultado aumentos significativos en los niveles de expresión del ARNm de TNF-α.Estos resultados están de acuerdo con los hallazgos previos de que 10 semanas de una dieta rica en grasas aumentaron la frecuencia de la exacerbación del asma junto con la señalización inflamatoria inducida por TNF-α en el tejido pulmonar [40].Además, el presente estudio demostró que una dieta HFHC aumentó los niveles de expresión de ARNm de IL-1β en el tejido pulmonar.Se sabe que la activación de la expresión de IL-1β induce inflamación pulmonar al aumentar la infiltración de neutrófilos y macrófagos [40], mientras que el bloqueo de IL-1β podría mejorar la inflamación pulmonar en ratones obesos inducidos por una dieta rica en grasas [41].Además de los aumentos en las citoquinas inflamatorias, también se observó fibrosis pulmonar en los grupos de dieta HFHC en el presente estudio.Además, en comparación con otros grupos, el HFHC mostró una regulación positiva de las expresiones génicas asociadas a la fibrosis, como Timp 1 (involucrada en la remodelación de la matriz extracelular) y Col1a1 (involucrada en la producción de matriz extracelular), que contribuye a la progresión fibrogénica a través de la regulación de la síntesis de matriz en el hígado y tejido pulmonar.Dado que TNF-α e IL-1β son mediadores significativos de Timp 1 y Col1a1 [42,43,44], se especula que estos aumentos de citoquinas contribuyeron en gran medida a la regulación positiva en Timp 1 y Col1a1.En el presente estudio, 7 semanas de entrenamiento con ejercicios aeróbicos fueron efectivos para reducir la respuesta inflamatoria y los patrones fibrogénicos en el tejido pulmonar al disminuir los niveles de citocinas, incluidos TNF-α e IL-1β, y las expresiones génicas asociadas a la fibrosis, incluidos Timp 1 y Col1a1.Estudios previos han encontrado que el entrenamiento físico reduce los niveles circulantes y musculares de TNF-α e IL-1β [45, 46].Aunque el mecanismo exacto de este efecto beneficioso del entrenamiento físico en la matriz intracelular no está claro, se especula que la atenuación inducida por el ejercicio de la vía de señalización del factor nuclear kappa B (NF-kB) puede desempeñar un papel en la regulación a la baja de TNF- α e IL-1β.El factor nuclear kappa B es un mediador central del proceso inflamatorio, y las regiones promotoras del gen TNF-α e IL-1β contienen una secuencia de consenso para el sitio de unión de NF-kB p65 [47, 48].Estudios previos informaron que el ejercicio inhibía la vía de señalización de NF-kB [49] y, a su vez, la inhibición de NF-kB podría reducir las expresiones de genes inflamatorios [50].Además, otros estudios han demostrado que el ejercicio atenúa la activación de NF-kB y la producción de expresión génica inflamatoria en ratones sanos y ratones con inflamación pulmonar [51, 52].En consecuencia, las citocinas reguladas a la baja después de 7 semanas de ejercicio en el presente estudio probablemente se debieron a la mejora de NF-kB.Sin embargo, el efecto antiinflamatorio del ejercicio sobre el tejido pulmonar aún no está claro.Hay pocos estudios similares que informen el efecto del entrenamiento físico a largo plazo sobre la inflamación pulmonar.Un estudio de Du et al.reveló que el entrenamiento físico atenuó la IL-1β en los tejidos pulmonares de ratones obesos [53], y un estudio realizado por de Paula Vieira et al.encontró que el entrenamiento físico redujo los niveles de TNF-α en el líquido de lavado broncoalveolar en ratones que estuvieron expuestos a la contaminación del aire [54].Del mismo modo, las reducciones inducidas por el ejercicio en las citoquinas inflamatorias contribuyeron a las atenuaciones en los niveles de TIMP-1 y Col1a1 en los tejidos pulmonares en el presente estudio.Este hallazgo, aunque es una patología diferente, concuerda con informes previos de que el entrenamiento físico reduce la expresión de TIMP-1 y atenúa la fibrosis miocárdica en ratas con infarto de miocardio [55].En conjunto, estos resultados sugieren que el entrenamiento físico puede atenuar la reacción inflamatoria en los tejidos pulmonares a la NAFLD inducida por HFHC.Se ha sugerido que la disfunción mitocondrial no solo provoca la reprogramación metabólica del metabolismo de la glucosa, sino también un aumento de las respuestas profibróticas [33].En el presente estudio, una dieta HFHC resultó en una reducción de la respiración de O2 mitocondrial en el tejido pulmonar.Además, aumentó los niveles de proteína de fisión (Fis1) y redujo la proteína de fusión (Mfn1).Las mitocondrias son orgánulos dinámicos cuya homeostasis está regulada por el equilibrio de fusión y fisión [34].La dinámica de fusión/fisión mitocondrial equilibrada es fundamental para facilitar la OXPHOS y las funciones metabólicas celulares óptimas, en las que la fusión puede rescatar las mitocondrias dañadas mezclando los contenidos parcialmente mitocondriales como una forma complementaria, mientras que la fisión ayuda a permitir la eliminación de las mitocondrias dañadas y activa el proceso de mitofagia, así como promueve la biogénesis mitocondrial.Sin embargo, la fusión/fisión desequilibrada puede resultar en la acumulación de mitocondrias dañadas, lo que reduce el OXPHOS y aumenta la producción de ROS con la acumulación de ADN mitocondrial oxidado (ADNmt).El presente estudio tiene limitaciones.JAMA.Nat Rev Gastroenterol Hepatol.Int J Environ Res Salud Pública.Medicamento.Sueño Med.Int J Chron Obstruct Pulmon Dis.Lanceta.Ann Hepatol.Mundial J Gastroenterol.Int J Mol Sci.J Allergy Clin Immunol.Respir Res.Eur J Gastroenterol Hepatol.J Clin Med.Med Sci Monit.Nat Rev Gastroenterol Hepatol.J Hepatol.Am J Previo Med.Diabetes cardiovascular.Naturaleza.Ejercicio deportivo Med Sci.Int J Obes.Exp. Gerontol.hepatología.Int J Mol Sci.Redox Biol.Soy J Pathol.J Allergy Clin Immunol.Investigación de laboratorioRiñón Int.Más uno.Soy J Cardiol.J Immunol.J Immunol.Fisiol delantero.Biofactores.Acta Physiol.J Appl Fisiol.Ejercicio deportivo Med Sci.Efectos del entrenamiento físico sobre la función cardíaca y la remodelación miocárdica en ratas postinfarto de miocardio.J Mol Cell Cardiol.Nat Immunol.Nat Rev Mol Cell Biol.Res. de regeneración neural.J Physiol.Arch Biochem Biophys.Fisiol delantero.Sharma A, Ahmad S, Ahmad T, Ali S, Syed MA.Dinámica mitocondrial y mitofagia en trastornos pulmonares.Ciencias de la vidaLos autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.Springer Nature se mantiene neutral con respecto a los reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material.Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la regulación legal o excede el uso permitido, deberá obtener el permiso directamente del titular de los derechos de autor.Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.La renuncia de Creative Commons Public Domain Dedication (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) se aplica a los datos disponibles en este artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito a los datos.Cualquier persona con la que compartas el siguiente enlace podrá leer este contenido:Lo sentimos, un enlace para compartir no está disponible actualmente para este artículo.Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenido Springer Nature SharedIt